اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 20 |
| تعداد شماره‌ها | 348 |
| تعداد مقالات | 2,872 |
| تعداد مشاهده مقاله | 3,267,430 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 2,403,522 |
In vitro ovary culture of cucumber (Cucumis sativus L.) for haploid plant production | ||
| Iranian Journal of Genetics and Plant Breeding | ||
| دوره 11، شماره 1 - شماره پیاپی 21، مرداد 2022، صفحه 87-98 اصل مقاله (844.97 K) | ||
| نوع مقاله: Research paper | ||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.30479/ijgpb.2023.18843.1342 | ||
| نویسندگان | ||
| Arefeh Aslibeigi1؛ Raheem Haddad1؛ Ghasemali Garoosi1؛ Sayyed Mohssen Hossaini* 2؛ Mohammad Reza Nazari3 | ||
| 1Department of Biotechnology, Faculty of Agriculture and Natural Resources, Imam Khomeini International University, Qazvin, Iran. | ||
| 2Department of Genetics and Plant Breeding, Faculty of Agriculture and Natural Resources, Imam Khomeini International University, Qazvin, Iran. | ||
| 3Seed and Plant Improvement Research Institute, Karaj, Alborz, Iran. | ||
| تاریخ دریافت: 10 خرداد 1402، تاریخ بازنگری: 06 شهریور 1402، تاریخ پذیرش: 21 شهریور 1402 | ||
| چکیده | ||
| In order to produce haploid plants through ovary culture in cucumber (Cucumis sativus L.), a factorial experiment based on randomized design was conducted with three replicates under in vitro conditions. The ovaries of Sina, a hybrid variety of cucumber were harvested one week after flowering. They were cultured in the MS medium containing different concentrations of (0, 0.8 and 1.2 mg/L) TDZ and BAP, respectively. The best calli and the highest percentage of calli were obtained in the culture medium containing 0.8 mg/L TDZ and BAP. Then, 3 week-old explants were transferred to the differentiation medium; MS medium, supplemented with NAA, IBA, IAA, 2,4-D, Pic at 0.05 mg/L and 3 cytokinins including TDZ, BAP, Kin with 0.5, 1 and 1.5 mg/L, respectively, with a total of 15 treatments and 3 replicates. They were subcultured once every two weeks. The highest percentage of callus formation was obtained in the presence of 0.05 mg/L NAA and 1.5 mg/L TDZ. The highest percentage of embryogenesis (93.33%) was observed in the presence of IAA at 0.05 mg/L and 0.5 mg/L Kin. Application of IBA at 0.05 mg/L with 0.5 mg/L Kin increased the embryogenic calli formation. Also, the highest regeneration percentage (83.33%) was found in all 4 treatments including 0.05 mg/L IBA, with 0.5 mg/L TDZ, 0.05 mg/L IBA with 0.5. 0 mg/L BAP, 0.05 mg/L 2,4-D with 1.5 mg/L BAP and 0.05 mg/L Pic, with 1.5 mg/L BAP. After transferring the explants to the second step culture media, the embryo-like structures (ELS) developed into plantlets. Finally, complete plantlets were obtained after rooting the plantlets on the MS medium with no supplement. In addition, the results of chromosome counting showed that among 10 regenerated plantlets, one plantlet was haploid, and 9 plantlets were diploid. | ||
| کلیدواژه‌ها | ||
| Callus؛ Haploid؛ Hormone؛ Ovary؛ Tissue culture | ||
| عنوان مقاله [English] | ||
| کشت تخمدان خیار (Cucumis sativus L.) در شرایط آزمایشگاهی برای تولید گیاه هاپلوئید | ||
| نویسندگان [English] | ||
| عارفه اصلی بیگی1؛ رحیم حداد1؛ قاسمعلی گروسی1؛ سید محسن حسینی2؛ محمدرضا نظری3 | ||
| 1گروه بیوتکنولوژی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه بین المللی امام خمینی (ره)، قزوین، ایران. | ||
| 2گروه ژنتیک و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه بین المللی امام خمینی (ره)، قزوین، ایران. | ||
| 3موسسه تحقیقات اصلاح و بذر و نهال، کرج، البرز، ایران. | ||
| چکیده [English] | ||
| استفاده از گیاهان هاپلوئید در برنامههای بهنژادی به منظور تولید گیاهان کاملاً خالص در تعداد زیادی از گونههای زراعی میسر شده است. با توجه به پیشرفت‌های اخیر در روش‌های آزمایشگاهی، می‌توان لاینهای خالص را در مدت زمان کوتاهی تولید کرد. در این مطالعه به منظور تولید گیاهان هاپلوئید از طریق کشت تخمدان، آزمایشی به صورت طرح کاملاً تصادفی در آزمایشگاه کشت بافت دانشگاه بین‌المللی امام خمینی (ره) انجام شد. تیمارها شامل سطوح مختلف تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی بودند. تخمدانها یک هفته پس از گلدهی برداشت و در محیط MS حاوی غلظت‌های مختلف 0، 8/0 و 2/1 میلی‌گرم بر لیتر TDZ و BAP کشت داده شدند. بهترین کالوس‌ها و درصد بالای کالوس‌زایی در محیط کشت حاوی 8/0 میلی‌گرم بر لیتر TDZ و BAP حاصل شد. سپس ریزنمونهها 3 هفته بعد به محیط تمایز شامل محیط MS تکمیل شده با 5 هورمون اکسین (NAA, IBA, IAA, 2,4-D, Pic) با غلظت 05/0 میلی‌گرم بر لیتر و 3 هورمون سیتوکینین (TDZ, BAP, Kin) با 3 غلظت متفاوت ( 5/0، 1 و 5/1 میلی‌گرم بر لیتر) در مجموع 15 تیمار هرکدام با 3 تکرار منتقل و هر دو هفته یک‌بار واکشت شدند. با توجه به نتایج مقایسه میانگین، بیشترین درصد کالوس‌زایی در حضور هورمون اکسین NAA با غلظت 05/0 میلی‌گرم بر لیتر و هورمون سیتوکینین TDZ با غلظت 5/1 میلی‌گرم بر لیتر حاصل شد. بیشترین درصد جنین‌زایی(33/93درصد) در حضور هورمون‌های IAA با غلظت 05/0 میلی‌گرم بر لیتر و Kin با غلظت 5/0 میلی‌گرم بر لیتر مشاهده گردید. وجود هورمون IBA به میزان 05/0 میلی‌گرم بر لیتر همراه با Kin به میزان 5/0 میلی‌گرم بر لیتر سبب افزایش کالوس‌های جنین داده شد. هم‌چنین بیشترین درصد باززایی(33/83درصد) در 4 تیمار شامل 05/0 میلی‌گرم بر لیتر هورمون IBA با 5/0 میلی‌گرم بر لیتر هورمون TDZ، 05/0 میلی‌گرم بر لیتر هورمون IBA با 5/0 میلی‌گرم بر لیترBAP، 05/0 میلی-گرم بر لیتر هورمون 2,4-D با 5/1 میلی‌گرم بر لیتر هورمون BAP و 05/0 میلی‌گرم بر لیتر هورمون Pic با 5/1 میلی-گرم بر لیتر هورمون BAP حاصل گردید. بعد از انتقال ریزنمونهها به محیط کشت دوم ساختارهای جنین مانند به گیاهچه تبدیل شدند و در نهایت گیاهچه‌های کامل بعد از ریشه دار شدن روی محیط کشت MS بدون هورمون به دست آمد. علاوه بر این، نتایج شمارش کروموزوم نشان داد که در میان 10 گیاهچه باززا شده یک گیاهچه هاپلوئید و 9 گیاهچه دیگر دیپلوئید بودند. | ||
| کلیدواژه‌ها [English] | ||
| تخمدان, کالوس, کشت بافت, هاپلوئید, هورمون | ||
| مراجع | ||
|
Alan A. R., Brants A., Cobb E., Goldschmied P. A., Mutschler M. A., and Earle, E. D. (2004). Fecund gynogenic lines from onion (Allium cepa L.) breeding materials. Plant Science, 167(5): 1055-1066. Asadi A., and Seguí-Simarro J. M. (2021). Production of doubled haploid plants in cucumber (Cucumis sativus L.) through another culture. In: Doubled Haploid Technology, Springer, 71-85. Baktemur G., Keleş D., Kara E., Yıldız S., and Taşkın H. (2022). Effects of genotype and nutrient medium on obtaining haploid plants through ovary culture in cucumber. Molecular Biology Reports, 49: 5451-5458 Basavaraju R. (2011). Plant tissue culture-agriculture and health of man. Indian Journal of Science and Technology, 4(3): 333-335. Basu S. K., Datta M., Sharma M., and Kumar A. (2011). Haploid production technology in wheat and some selected higher plants. Australian Journal of Crop Science, 5(9): 1087-1093. Blinkov A. O., Varlamova N. V., Kurenina L. V., and Khaliluev M. R. (2022). The Production of helianthus haploids: A review of its current status and future prospects. Plants, 11(21): 2919. DOI: https://doi.org/10.3390/plants11212919. Burg S. P., and Burg E. A. (1966). The interaction between auxin and ethylene and its role in plant growth. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 55(2): 262. Delaplane K. S., and Mayer D. F. (2000). Crop pollination by bees. Cambridge, U.K.: CABI, pp. 344. Deng Y., Tang B., Zhou X., Fu W., Tao L., Zhang L., and Chen J. (2020). Direct regeneration of haploid or doubled haploid plantlets in cucumber (Cucumis sativus L.) through ovary culture. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 142(2): 253-268. Diao W. P., Jia Y. Y., Song H., Zhang X. Q., Lou Q. F., and Chen J. F. (2009). Efficient embryo induction in cucumber ovary culture and homozygous identification of the regenetants using SSR markers. Scientia Horticulturae, 119(3): 246-251. Faris N., Rakoczy-Trojanowska M., Malepszy S., and Niemirowicz-Szczytt K. (2000). Diploidization of cucumber (Cucumis sativus L.) haploids by in vitro culture of leaf explant. Progress in Biotechnology, 17: 49-54. Farjaminezhad R., Asghari R., Zare N., and Farjaminezhad M. (2012). Study of karyological characteristics in several accessions of Papaver bracteatum Lindl. Agricultural Biotechnology Journal, 3(2): 47-58. Ficcadenti N., Sestili S., Annibali S., Di Marco M., and Schiavi M. (1999). In vitro gynogenesis to induce haploid plants in melon Cucumis melo L. Journal of Genetics and Breeding, 53: 255-258. Gałązka J., and Niemirowicz-Szczytt K. (2013). Review of research on haploid production in cucumber and other cucurbits. Folia Horticulturae, 25(1): 67-78. García-Lara S., Chuck-Hernandez C., and Serna-Saldivar S. O. (2019). Development and structure of the corn kernel. Corn (Third Edition), 147-163. Golabadi M., Ghanbari Y., Keighobadi K., and Ercisli S. (2017). Embryo and callus induction by different factors in ovary culture of cucumber. Journal of Applied Botany and Food Quality, 90: 68-75. Jesmin R., and Mian M. A. K. (2016). Callus induction and efficient plant regeneration in Cucumber (Cucumis sativus L.). Journal of Bioscience and Agriculture Research, 9(02): 796-803. Kalloo G., and Bergh B. O. (1994). Genetic improvement of vegetable crops. Directorate of Vegetable Research, 1 Gandhinagar, Sunderpur, Varanasi, India, Pergamon Press. Kumar N., and Reddy M. (2011). In vitro plant propagation: a review. Journal of Forest and Environmental Science, 27(2): 61-72. Metwally E., Moustafa S., El-Sawy B., Haroun S., and Shalaby T. (1998). Production of haploid plants from in vitro culture of unpollinated ovules of Cucurbita pepo. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 52(3): 117-121. Pradeepkumara N., Dey S. S., and Talukdar A. (2023). Cucumber F1 hybrid derived from two contrasting inbreds ensures high frequency gynogenesis for induction of haploids through a modified in vitro based protocol. South African Journal of Botany, 157: 314-324. Sorntip A., Poolsawat O., Kativat C., and Tantasawat P. A. (2017). Gynogenesis and doubled haploid production from unpollinated ovary culture of cucumber (Cucumis sativus L.). Canadian Journal of Plant Science, 98(2): 353-361. Stanghellini M. S., Schultheis J. R., and Ambrose J. T. (2002). Pollen mobilization in selected cucurbitaceae and the putative effects on pollinator abundance on pollen depletion rates. Journal of American Society for Horticultural Science, 127: 729-736. Tantasawat P. A., Sorntip A., Poolsawat O., Chaowiset W., and Pornbungkerd P. (2015a). Evaluation of factors affecting embryo-like structure and callus formation in unpollinated ovary culture of cucumber (Cucumis sativus). International Journal of Agriculture and Biology, 17: 613-618. Tantasawat P. A., Sorntip A., and Pornbungkerd P. (2015b). Effects of exogenous application of plant growth regulators on growth, yield, and in vitro gynogenesis in cucumber. HortScience, 50: 374-382. Ugandhar T., Venkateshwarrlu M., Begum G., Srilatha T., and Jaganmohanreddy K. (2011). In Vitro plant regeneration of Cucumber (Cucumis sativum L.) from cotyledon and hypocotyl explants. Science Research Reporter, 1(3): 164-169. Ye W., Xing-fang G., Sheng-ping Z., and Han M. (2015). Studies on haploid plant induction via in vitro unfertilized ovule culture# br# of cucumber. Acta Horticulturae Sinica, 42(11): 2174 -2182. Yetisir H., and Sari N. (2003). A new method for haploid muskmelon (Cucumis melo L.) dihaploidization. Scientia Horticulturae, 98(3): 277-283. Zargar M., Zavarykina T., Voronov S., Pronina I., and Bayat M. (2022). The recent development in technologies for attaining doubled haploid plants in vivo. Agriculture, 12(10): 1595. DOI: https://doi.org/10.3390/agriculture12101595. Zieliński H., Surma M., and Zielińska D. (2017). The naturally fermented sour pickled cucumbers. In: Fermented Foods in Health and Disease Prevention, Elsevier, 503-516. Zou T., Song H., Chu X., Tong L., Liang S., Gong S., Yang H., and Sun X. (2020). Efficient induction of gynogenesis through unfertilized ovary culture with winter squash (Cucurbita maxima Duch.) and pumpkin (Cucurbita moschata Duch.). Scientia Horticulturae, 264: 109152. | ||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 107 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 118 |
||